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Enzymkinetik

Eine Enzymreaktion wird untersucht

In einem Versuch werden acht Reagenzgläser mit Glucose-Lösungen unterschiedlicher Konzentration befüllt. Dann geben wir in jedes Reagenzglas je 10 Tropfen einer Lösung, die ein Enzym enthält, welches Kohlendioxid aus Glucose freisetzt (Einzelheiten sparen wir uns hier, weil ich mir das Beispiel nur ausgedacht habe). Die folgende Tabelle zeigt nun die (hypothetischen) Versuchsergebnisse:

c(Glucose) in mol/L V(CO2) / min
0,01 1
0,02 4
0,05 10
0,1 18
0,2 30
0,5 52
1,0 66
2,0 71

Hier die graphische Darstellung der Werte:

Graphische Darstellung als typische Sättigungskurve

Diese Kurve sieht ganz nett aus, entspricht aber eigentlich gar nicht den Erwartungen, die man hat. Aus dem Chemieunterricht der Oberstufe wissen wir, das die Geschwindigkeit einer chemischen Reaktion von der Konzentration der Ausgangsstoffe abhängt. Für monomolekulare Reaktionen, bei denen ein Ausgangsstoff A zu einem Produkt P reagiert, gilt die Gleichung vR = k * c(A), wobei k die Geschwindigkeitskonstante und c(A) die Konzentration des Ausgangsstoffs ist. Bei bimolekularen Reaktionen, bei denen A-Teilchen und B-Teilchen zusammenstoßen müssen, damit P-Teilchen entstehen, gilt die Gleichung vR = k * c(A) * c(B). Auch bei der Zersetzung der Glucose sollte die Reaktionsgeschwindigkeit von der Glucosekonzentration entsprechend der mono- oder bimolekularen Gleichung abhängen. Die graphische Darstellung, in der die Abhängigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit von c(Glucose) gezeigt wird, sollte also die Form einer Geraden haben, die durch den Nullpunkt des Koordinatensystems geht. Statt dessen sehen wir eine typische Sättigungskurve.

Erklärung

Ein Enzymmolekül kann pro Sekunde nur eine bestimmte maximale Zahl von Substratmolekülen umsetzen: die Enzymkapazität ist begrenzt. Stellen wir uns einmal vor, die Kapazität unseres Enzyms läge bei einer Wechselzahl von 9.000 Glucose-Molekülen pro Sekunde. Unter der Wechselzahl versteht man die Zahl der Substrat-Moleküle, die ein Enzym-Molekül in einer bestimmten Zeit verarbeiten kann.

Angenommen, im ersten Reagenzglas (0,01 mol/l) trifft jedes Enzym-Molekül pro Sekunde im Schnitt auf 100 Glucose-Moleküle. Dies ist weit unter der Kapazität des Enzyms, es werden also alle 100 Substrat-Moleküle weiterverarbeitet.

Im zweiten Reagenzglas (0,02 mol/l) trifft jedes Enzym-Molekül auf ca. 200 Glucose-Moleküle. Auch dies ist weit unter der Enzymkapazität, daher können auch hier alle Glucose-Moleküle gespalten werden.

Auch bei den nächsten Reagenzgläsern ist dies der Fall: Die Enzyme treffen auf weniger Glucose-Moleküle pro Sekunde, als sie theoretisch verarbeiten könnten. Die Kapazität des Enzyms ist hier noch nicht erreicht.

Mit steigender Glucosekonzentration wird es aber langsam kritisch. In den letzten Reagenzgläsern ist die Glucosekonzentration schon so hoch, dass ein Enzym-Molekül nicht mehr jedes Glucose-Moleküle verarbeiten kann, auf das es zufällig trifft. Irgendwann ist die Glucosekonzentration so hoch, dass alle Enzym-Moleküle unter Volllast arbeiten. Die Kapazitätsgrenze ist erreicht.

Wenn wir die Glucosekonzentration jetzt noch mehr erhöhen, verändert sich gar nichts mehr. Mehr als mit maximaler Kapazität können die Enzyme nicht arbeiten: 9.000 Glucosemoleküle pro Enzym und pro Sekunde.

In dieser Abbildung ist das Ganze noch einmal anschaulich dargestllt. Im linken Kasten (niedrige Substratkonzentration) sind die Enzyme nicht ausgelastet. Manche Enzym-Moleküle sind sogar noch nicht von Substrat-Molekülen besetzt, sie "haben nichts zu tun". Im zweiten Kasten ist die Substrat-Konzentration zwar höher, aber die Enzyme arbeiten immer noch nicht mit Volllast. Selbst im dritten Kasten ist - zur Zeit der "Aufnahme" - noch ein Enzym-Molekül nicht besetzt. Im vierten Kasten schließlich ist die Substratkonzentration so hoch, dass die Enzyme voll ausgelastet sind, sie kommen mit ihrer Arbeit nicht mehr nach, nicht mehr alle Substat-Moleküle können jetzt umgesetzt werden. Eine weitere Erhöhung der Substratkonzentration würde jetzt keine Steigerung der Umsetzungsrate mehr nach sich ziehen.

Die Aktivität eines Enzyms (Enzymaktivität) hängt stark von der Konzentration der Substrate ab. Allerdings ist diese Abhängigkeit nicht linear, sondern liegt in Form einer Sättigungskurve vor. Ursache hierfür ist die begrenzte Kapazität eines Enzyms. Ein Enzym-Molekül kann pro Zeiteinheit nur eine bestimmte Anzahl von Substrat-Molekülen verarbeiten (Wechselzahl). Ist die Substratkonzentration zu hoch, sind die Enzyme voll ausgelastet. Eine weitere Steigerung der Substratkonzentration hat keine Steigerung der Enzymaktivität zur Folge; der Sättigungswert ist erreicht und kann nicht überschritten werden.

MICHAELIS-MENTEN-Kinetik

Dieses Bild zeigt einen wichtigen Kardinalpunkt einer Enzymaktivitäts-Substratkonzentrations-Kurve, die Michaelis-Konstante. Da es schwer ist, die genaue Sättigungskonzentration des Substrats zu bestimmen, geht man folgendermaßen vor:

Zunächst ermittelt man die maximale Enzymaktivität, also die maximale Geschwindigkeit vmax, mit der das Enzym das Substrat umsetzt. Von diesem Wert nimmt man jetzt die Hälfte, also 1/2 vmax, und zeichnet eine entsprechende waagerechte Linie in das Diagramm ein. Der Schnittpunkt dieser Linie mit der Kurve ist jetzt wichtig. Von diesem Schnittpunkt geht man senkrecht auf die x-Achse herunter und bestimmt dann die entsprechende Substratkonzentration, bei der die halbe maximale Enzymaktivität erreicht ist. Diesen Punkt, der als KM bezeichnet wird, kann man recht eindeutig festlegen.

KMist die MICHAELIS-Konstante, also die Substratkonzentration, bei der das Enzym mit genau der halben maximalen Geschwindigkeit arbeitet.

"Die Michaelis-Konstante steht für die Affinität des Enzyms zu seinem Substrat, je kleiner sie ist, desto höher ist die Affinität" (Kompaktlexikon der Biologie, Spektrum-Verlag).

Wie ist diese Aussage zu verstehen?

Ein Enzym, dass sich "schnell und gern" (hohe Affinität) mit seinem Substrat verbindet, arbeitet bereits bei niedrigen Substratkonzentrationen effektiv und erreicht die halbe maximale Geschwindigkeit. Ein außentstehender Beobachter könnte fast den Eindruck haben, dass die Enzym-Moleküle die Substrat-Moleküle anziehen, was natürlich normalerweise nicht der Fall ist.

Ein Enzym mit einer geringen Affinität (Anziehungskraft, Vorliebe) für sein Substrat ist auch bei hohen Substratkonzentrationen teilweise noch nicht ausgelastet, da es keinen "besonderen Drang" verspürt, sich mit den Substrat-Molekülen zu verbinden. Daher liegt die Michaelis-Konstante bei recht hohen Substratkonzentrationen.

In der Zelle werden Enzyme mit einem kleinen KM-Wert also vor allem dann eingesetzt, wenn die Substratkonzentration recht niedrig ist. Enzyme mit einem großen KM-Wert sind vor allem dann im Vorteil, wenn die Substratkonzentrationen sehr hoch sind.

Isoenzyme

Bei ständig wechselnden Substratkonzentrationen werden auch sogenannte Isoenzyme eingesetzt. Das sind Enzyme, die zwar unterschiedlich gebaut sind, aber trotzdem das gleiche Substrat umsetzen und die gleiche Reaktion katalysieren. Die eine Variante hat dann einen niedrigen KM-Wert und eignet sich daher gut für geringe Substratkonzentrationen, während die Iso-Variante einen höheren KM-Wert hat und somit besser für hohe Konzentrationen des Substrats geeignet ist. Oft haben die Isoenzyme eine fast identische Struktur. Genetisch kann man das leicht mit der Gen-Duplikation erklären. Das Gen für das ursprüngliche Enzyme wurde durch eine Chromosomenmutation dupliziert. Das Duplikat hat sich dann im Laufe der Evolution leicht verändert, so dass das resultierende Enzym eine etwas andere Aminosäuresequenz hat, was eine andere Struktur des aktiven Zentrums zur Folge hat.

Isoenzyme findet man auch in unterschiedlichen Zelltypen. Die Lactatdehydrogenasen vom Skelettmuskel und vom Herzmuskel sind Isoenzyme. Allerdings unterscheiden sich die beiden Isoformen nicht im KM-Wert, sondern in der Art und Weise, wie sie reguliert werden können. Die Herzmuskel-Isoform wird durch andere Stoffe gehemmt als die Skelettmuskel-Isoform.